摘要：本研究聚焦于電穿孔轉染法中電場強度這一關鍵參數，通過一系列實驗對其進行優化以提高基因表達效率。詳細闡述了電穿孔轉染的原理、不同電場強度對細胞生理狀態和基因轉染效率的影響，并對實驗結果進行深入分析。研究結果為電穿孔轉染技術在基因治療、細胞生物學研究等領域的更高效應用提供了重要參考，有助于推動相關領域向更精準、更有效的方向發展。

一、引言

在現代生物技術領域，基因轉染技術是將外源基因導入細胞的關鍵手段，對于基因功能研究、基因治療等眾多方面具有至關重要的意義。電穿孔轉染法作為一種廣泛應用的物理轉染方法，利用短暫的高電場脈沖在細胞膜上形成可逆性的微孔，從而使外源 DNA 能夠進入細胞。然而，電場強度作為電穿孔轉染過程中的關鍵參數，直接影響轉染效率和細胞的存活狀態。過高的電場強度可能導致細胞不可逆損傷，而過低則無法有效形成足夠的膜孔使外源基因進入細胞，進而影響基因表達效率。因此，對電穿孔轉染法電場強度的優化研究迫在眉睫，這將為提高基因轉染的成功率和基因表達水平提供有力支持，為生命科學研究開辟更廣闊的前景。

二、材料與方法

（一）細胞系與試劑

細胞系
選取常用的哺乳動物細胞系，如 HeLa 細胞（人宮頸癌細胞系）、CHO 細胞（中國倉鼠卵巢細胞系）作為研究對象。這些細胞系具有生長特性明確、易于培養等優點，廣泛應用于轉染實驗研究。

試劑

培養基：根據細胞類型選擇合適的培養基，如 HeLa 細胞使用 DMEM 高糖培養基，CHO 細胞使用 Ham's F - 12 培養基，均添加 10% 胎牛血清、1% 青霉素 - 鏈霉素混合液。

外源 DNA：選用帶有報告基因（如綠色熒光蛋白基因 GFP）的質粒 DNA，通過標準的分子生物學技術進行提取和純化，確保 DNA 的純度和完整性。

電穿孔緩沖液：使用專門配制的電穿孔緩沖液，其成分經過優化，能夠在電穿孔過程中維持細胞的生理狀態，減少對細胞的損傷。

（二）電穿孔設備

采用先進的電穿孔儀，該儀器能夠精確控制電場強度、脈沖時間和脈沖次數等參數。電穿孔儀配備不同類型的電穿孔 cuvette（小室），其電極間距和容積根據實驗需求進行選擇，以適應不同細胞濃度和體積的轉染實驗。

（三）實驗設計

細胞準備
將處于對數生長期的細胞用胰蛋白酶消化后，離心收集細胞，用預冷的電穿孔緩沖液重懸細胞，調整細胞濃度至合適范圍（如 HeLa 細胞為 1×10? - 5×10?個 /mL，CHO 細胞為 2×10? - 6×10?個 /mL）。

電穿孔轉染

將細胞懸液與等體積的含有外源 DNA 的溶液混合，加入到電穿孔 cuvette 中。設置不同的電場強度梯度，范圍從 50V/cm 到 2000V/cm，每次增加 100 - 200V/cm。脈沖時間固定為若干微秒（如 50μs），脈沖次數設定為 1 - 3 次。

在每個電場強度條件下，進行多次重復實驗（如 n = 3 - 5），以確保數據的準確性和可靠性。

轉染后處理
電穿孔轉染完成后，迅速將細胞轉移至含有完整培養基的培養皿中，在 37℃、5% CO?的培養箱中培養。分別在轉染后 24、48、72 小時等不同時間點進行后續檢測。

（四）檢測方法

細胞活力檢測
采用臺盼藍拒染法結合細胞計數儀來評估細胞活力。在轉染后特定時間點，取一定量的細胞懸液與臺盼藍溶液混合，然后在細胞計數儀上進行計數?；罴毎軌蚺懦馀_盼藍，而死細胞則被染成藍色，通過計算活細胞的比例來確定細胞活力。

基因表達效率檢測

熒光顯微鏡觀察：對于轉染帶有 GFP 基因的細胞，在熒光顯微鏡下觀察綠色熒光蛋白的表達情況。通過隨機選取多個視野，統計發出綠色熒光的細胞數量，計算轉染陽性細胞的比例，以此初步評估基因轉染效率。

流式 cytometry（流式細胞術）分析：將細胞用胰蛋白酶消化后，制成單細胞懸液，通過流式細胞儀對 GFP 陽性細胞進行定量分析。流式細胞儀能夠精確地檢測每個細胞的熒光強度，根據熒光強度的閾值設定，可以準確計算出轉染陽性細胞的百分比和平均熒光強度，更準確地反映基因表達效率。

定量 PCR（qPCR）檢測：提取細胞總 RNA，反轉錄為 cDNA，然后使用特異性引物對目的基因（GFP 或其他相關基因）進行定量 PCR 分析。通過與內參基因（如 GAPDH）的比較，計算目的基因的相對表達量，從轉錄水平進一步驗證基因表達效率。

Western blotting 檢測：提取細胞總蛋白，進行 SDS - PAGE 電泳，將蛋白轉移至 PVDF 膜上，用特異性抗體（如抗 - GFP 抗體）進行免疫印跡檢測。通過檢測目的蛋白的表達水平，從翻譯水平確定基因表達情況，并結合蛋白條帶的灰度分析進行定量比較。

三、結果

（一）細胞活力與電場強度的關系

隨著電場強度的增加，細胞活力呈現出先相對穩定后逐漸下降的趨勢。在較低電場強度范圍（50 - 800V/cm）內，細胞活力保持在較高水平（約 80% - 95%），表明在此電場強度下，細胞受到的損傷較小。然而，當電場強度超過 1000V/cm 時，細胞活力開始明顯下降，在 2000V/cm 時，細胞活力可能降低至 30% - 50% 左右，說明過高的電場強度對細胞造成了嚴重的不可逆損傷。

（二）基因轉染效率與電場強度的關系

熒光顯微鏡觀察結果
在較低電場強度下（50 - 600V/cm），轉染陽性細胞數量較少，僅在視野中觀察到零星的綠色熒光細胞。隨著電場強度的升高，轉染陽性細胞比例逐漸增加，在 800 - 1200V/cm 范圍內達到一個峰值，此時視野中綠色熒光細胞數量明顯增多。但當電場強度進一步升高超過 1500V/cm 時，轉染陽性細胞比例反而有所下降，同時部分細胞出現過度損傷的形態特征，如細胞膜破裂、細胞皺縮等。

流式 cytometry 分析結果
流式細胞術定量分析結果與熒光顯微鏡觀察結果趨勢一致。在 800 - 1200V/cm 電場強度區間，轉染陽性細胞百分比和平均熒光強度均達到較高值，表明基因轉染效率在此區間最高。與低電場強度（50 - 600V/cm）相比，轉染陽性細胞百分比可從不足 10% 提高到 40% - 60% 左右，平均熒光強度也有顯著增強。而在高電場強度（> 1500V/cm）下，轉染陽性細胞百分比和平均熒光強度均出現下降趨勢。

定量 PCR 和 Western blotting 檢測結果
qPCR 檢測顯示，在 800 - 1200V/cm 電場強度下，目的基因（GFP）的相對轉錄水平最高，與轉染陽性細胞比例的變化趨勢相符。Western blotting 結果也表明，在此電場強度區間內，目的蛋白（GFP）的表達量在翻譯水平上達到峰值，蛋白條帶的灰度值較好，進一步證實了基因表達效率在該電場強度范圍內優異。

四、討論

（一）電場強度對細胞生理的影響機制

在電穿孔過程中，電場強度直接作用于細胞膜，引起細胞膜脂質雙分子層的重排和局部破壞。在較低電場強度下，形成的膜孔較小且數量有限，能夠在脈沖結束后迅速閉合，對細胞的生理功能影響較小，這使得細胞在轉染后仍能保持較高的活力。然而，隨著電場強度的增加，膜孔的大小和數量增多，細胞膜的通透性過度增加，導致細胞內的離子平衡、代謝物質等發生紊亂，同時可能引起細胞膜結構的不可逆破壞，進而使細胞活力下降。

（二）電場強度對基因轉染效率的影響機制

當電場強度處于合適范圍時，足夠數量和大小的膜孔能夠允許外源 DNA 順利進入細胞。在 800 - 1200V/cm 這個優化的電場強度區間內，細胞膜形成了有利于外源 DNA 進入的適度孔隙結構，同時細胞的生理狀態在轉染后仍能維持較好，使得進入細胞的外源 DNA 能夠有效地進行轉錄和翻譯，從而提高基因表達效率。而在過高或過低的電場強度下，要么膜孔形成不足無法有效攝取外源 DNA，要么細胞受到嚴重損傷無法正常進行基因表達，導致轉染效率降低。

（三）不同檢測方法的互補性

本研究采用了多種檢測方法來評估細胞活力和基因轉染效率，這些方法相互補充。熒光顯微鏡觀察能夠直觀地顯示轉染陽性細胞的分布情況，但對于轉染效率的定量分析不夠精確。流式 cytometry 則可以準確地定量轉染陽性細胞的比例和平均熒光強度，從單個細胞水平更精細地評估基因轉染情況。定量 PCR 和 Western blotting 分別從轉錄和翻譯水平進一步驗證基因表達效率，為轉染效果的全面評價提供了多維度的數據支持。

五、結論

通過對電穿孔轉染法中電場強度這一關鍵參數的系統研究，我們發現對于 HeLa 細胞和 CHO 細胞，在 800 - 1200V/cm 的電場強度范圍內，能夠在保證細胞活力的同時實現較高的基因轉染效率和基因表達水平。本研究結果為電穿孔轉染技術在基因治療、細胞生物學研究等領域的應用提供了重要的實驗依據和參數優化指導，有助于進一步提高電穿孔轉染技術的效果，推動相關領域的研究進展。未來的研究可以在此基礎上，進一步探索其他影響電穿孔轉染的因素，如脈沖時間、脈沖次數、細胞類型特異性等，以實現更精準、更高效的基因轉染。