*上樣時，請注意確保相鄰樣品泳道沒有交叉污染。

*確保每個泳道上標準品的量都是正確的。蛋白質上樣過多會導致產生額外的條帶，這個問題在使用銀染凝膠時尤為突出。

*標準品儲存不當或反復凍融會導致蛋白質降解。

*降低電壓、電流或縮短轉印時間

*確保轉膜緩沖液的甲醇濃度合適；可使用濃度為10–20%的甲醇，從而去除SDS-蛋白質復合物中的SDS，并促進蛋白質與膜的結合。

*確保轉膜緩沖液的SDS濃度合適（若加入了SDS），SDS濃度不要超過0.02–0.04%。過多的SDS會阻礙蛋白質與膜的結合。

*檢查膜的孔徑和靶標蛋白質的大小。小于10kDa的蛋白質很容易穿過0.45μm孔徑的膜。如果您的目標蛋白質小于10 kDa，那么最好使用0.2μm孔徑的膜。

*增加電壓、電流或轉印時間

*凝膠和SDS-蛋白質復合物中的SDS會促進蛋白質從凝膠中洗脫，但抑制蛋白質與膜的結合。這種抑制作用在硝化纖維素膜上的強度大于PVDF膜。對于難以從凝膠中洗脫的蛋白質，如大分子量蛋白質，可在轉膜緩沖液中加入少量SDS以改善轉印效果。我們建議在組裝三明治前將凝膠置于含0.02–0.04% SDS的2x轉膜緩沖液（無甲醇）中預平衡10分鐘，然后使用含10%甲醇和0.01% SDS的1X轉膜緩沖液進行轉印。

*甲醇可去除SDS-蛋白質復合物中的SDS，促進蛋白質與膜的結合，但對凝膠本身有一些不良影響，會降低轉印效率。甲醇可能導致孔徑減小、某些蛋白質發生沉淀以及一些堿性蛋白質帶正電荷或變為中性。應確保轉膜緩沖液的甲醇濃度不高于10–20%，并使用高質量的分析級甲醇。

*確保每個泳道上標準品的量都是正確的。蛋白質上樣過多會導致模糊，這個問題在使用銀染凝膠時尤為突出。

*條帶在低百分比凝膠中不能很好地分辨。嘗試使用更高百分比的凝膠。

*如果在轉膜/檢測后條帶看起來不明顯和模糊，可能是由于抗體濃度過高。遵循制造商建議的稀釋度或通過斑點印跡確定最適抗體濃度。

*凝膠上的分子量標準品的量不足： 將適當體積的分子量標準品上樣到凝膠上。以下是我們的建議：(小型凝膠：每孔5μL（厚度0.75-1.0 mm）或每孔10μL（厚度1.5 mm）;•大凝膠：每孔10μL（厚度0.75-1.0 mm）或每孔20μL（厚度1.5 mm）)

*轉印不全或不理想： 優化轉印條件

*樣品被煮沸： 丟棄煮沸的分裝樣品。

*使用的分子量標準品體積過大： 加入較少的體積或使用前用蛋白質上樣緩沖液稀釋分子量標準品。