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肝部分切除基本以30%、50%、70%和90%肝切除為主，根據肝葉比例進行相應切除，但右上葉和右下葉同屬一個功能單位，兩者有一段融合共用的脈管系統，單獨切除其中一部分容易損傷殘留肝葉脈管系統的通暢性。肝切除對肝再生的刺激強度與所切除肝臟的質量有直接的關系，切除量大于85%或小于30%均可導致再生緩慢。

構建小鼠 70%肝臟切除模型

實驗動物選擇：

小鼠肝臟分葉結構明顯并都有相對獨立的肝靜脈系統和Glisson系統，各肝葉比重相對固定，便于進行不同比例肝部分切除，且其膽囊解剖更接近人類。且小鼠大部分肝切除模型是當前研究肝臟再生的最佳模型，可用于模擬肝臟再生的起始、增殖和終止階段。

肝切除模型造模方法:

（一）用2%異氟的烷氣體麻醉小鼠。

（二）腹部消毒后，取劍突下腹部正中豎切口，長度 1.5cm-3cm，開腹時注意不要損傷腹腔器官組織，依次切開表皮、肌層及腹膜，找到肝臟，用鑷子拉開并固定兩側腹肌，充分暴露肝臟。

（三）用眼科剪游離與肝臟相關的韌帶，先后結扎肝中葉及左外側葉并切除，注意保留膽囊；結扎時要靠近肝葉基底，盡量減少肝葉的殘留和對血管的損傷，結扎時動作要輕柔，避免撕扯到肝下的血管。

但值得注意的是，結扎中葉時線結的位置不能太靠近肝上的腔靜脈，否則會導致靜脈閉塞或狹窄，阻礙殘留的右葉和尾葉的血液回流，從而導致肝組織的壞死和再生的失敗。因此，線結的位置應該超過膽囊，但與上腔靜脈的距離應不小于2mm。

（四）回納剩余肝組織及腹內容物，依次縫合關腹，縫合后再次消毒切口。術后禁食禁水6h。皮下注射5%葡萄糖的注射液替代術中蒸發損失，出血和液體移位中的液體損失，并作營養用，放置于37℃溫箱復溫6h。

（五）以手術結束為0h，根據分組時間點要求分別于術后24h、72h、7d將動物處死，稱量并記錄各組再生肝臟的重量，取樣。肝組織收集后迅速-80℃低溫冰箱保存。

構建肝臟缺血再灌注損傷模型

實驗動物選擇

缺血再灌注損傷實驗模型多選用大鼠等嚙齒類動物來建立。相對與大小鼠而言，小鼠具有飼養成本低、空間利用率高、藥劑消耗量小、操作同步性好等優點。

動物品系：Balb/c小鼠，雄性，周齡為6-8w

造模方法

1、 術前12h禁食，自由飲水。

2、 腹腔注射麻醉，麻醉成功后將小鼠平躺在手術的臺上膠帶固定四肢，將小鼠腹部術去毛，用碘酒和75％乙醇術區消毒。

3、 取腹正中切口1cm，打開腹腔，小心分離出肝臟供血的門靜脈和肝動脈。

4、 用無創血管的夾夾閉門靜脈和肝動脈，0.5min后，肉眼可見阻斷葉明顯變白，說明阻斷成功，用止血的鉗夾閉皮膚切口臨時關閉腹腔，將小鼠放恒溫加熱毯上保溫。

5、 完成持續缺血60min后，重新打開腹腔，迅速取出血管的夾，恢復缺血肝血流，0.5min左右可見缺血區肝臟由白色逐漸恢復為鮮紅色表明再灌注成功，逐層縫合腹腔肌肉和皮膚關閉腹腔，完成手術。待小鼠清醒后放回飼養室飼養，密切關注小鼠的狀態及生存狀況并做好記錄。