平時在實驗室常聽到的一句話就是“今天某某試驗沒做好是為什么？今天某某試驗沒出結果是什么原因？今天某某試驗為什么會是這樣的呢？” 等等。
然后仔細一查找原因，往往是由于操作上面的不認真，或是一些小小的細節沒有注意到。以下是集各路朋網友的一些實戰經驗，在此與大家分享：
1. 跑page膠的時候
小電壓跑會避免高電壓產生的熱量爾導致的膠層變形。低電壓泳道會比大電壓泳道跑的直一些，且分離效果更高，有利于分子量相差不大的蛋白分離。
2. 提取質粒的時候
后一步的酒精揮發很關鍵，基本上是其后續的酶切反應的決定性因素。所以這一步盡量揮發長一點時間，是空調吹熱風，或是37度溫箱放長一點的時間，我試過室溫過夜，酶切很好。
3. 做WESTERN BLOT 的時候
大家往往會摸索一抗、二抗的濃度，封閉時間，曝光時間等等，而每次變換其中的一個條件就需要從新跑膠、轉膜，甚至重新提蛋白，這樣會浪費大量的時間。其實*沒有必要這樣。一次轉膜后，將PVDF膜晾干，裁減成小塊，保存起來，用的時候取出一塊，沒有任何影響。這對于摸索條件的戰友來說，節約了大量的時間。
4. 有關緩沖液和培養基配置
1)將緩沖液配方中的成分分別以10-100倍配成母液儲存，需要的時候只需將相應的母液混合，補加水稀釋即可。
2)配培養基時通常會忘記各成分的量，如配LB時的三個成分不記得到底哪個是5g，哪個要10個，因此可以在常用的試劑瓶的標簽上注明所需的量，如配LB時，在NaCl瓶外注明10g/L, yeast 5 g/L, tryton 10 g/L等，很方便，不需要每次配之前臨時翻書。
5. 有關PCR主反應液配置
在做克隆鑒定的時候經常需要在酶切鑒定前進行PCR鑒定，每次配置PCR反應液很繁瑣，可以將其配置類似kit的形式，按你需要的反應體系列表，然后放大100倍配置100×主反應液(100次反應)，其中含buffer，Mg2+，dNTPs，但不含引物和Taq酶，然后可以10×分裝或一管儲存在-20度，在需要的時候拿出融開，然后按所需的PCR反應個數吸取相應的倍數，再補加相應反應倍數的Taq和引物，混勻后分裝，這樣做的好處如下：
1)可極大的節省寶貴的時間，可早點收工，看球；
2)避免每次反應加樣不均的可能；
3)大大減少PCR假陽性的產生。
6. 有關酶切反應液的配置
在做酶切時，也可以象PCR一樣配置主反應液，每次反應前先列好反應的體系，算好需要的反應數，然后按所需反應的體系按所需反應數放大，加入buffer、酶、水，質粒欄空缺，然后混合后按除質粒DNA的體積分裝，然后再在每管中加入相應體積的質粒DNA酶切，這樣做的好處如下，特別是當同時有10幾個陽性克隆需要鑒定時尤為明顯：
1)各反應成分均一；
2)可大大減少限制型內切酶的使用；
3)節省時間。
7. 有關SDS－PAGE：
1)可將SDS-PAGE的積層膠，分離膠預先配好大體積如100ml儲存在4度冰箱(注：10%AP，TEMED不加，切記!!!)，每次配置時只需吸取相應體積的預制膠加入AP，TEMED即可，沒必要每次制膠時候翻分子克隆，特別方便，而且，這樣的預制膠可儲存半年以上，不失為偷懶的方法;更關鍵的是可大大減少與丙稀酰胺的接觸，因此大大減少中毒的機會。2)電泳時雖然小電泳分離效果要好一些，但2小時以上的等待的時間實在是痛苦，因此可以提高電泳至150V，但需要將整個電泳槽放在放滿冰水的臉盆里散熱，這樣跑出來的膠分離效果絲毫不比低電壓來的差，關鍵是時間大大節省，不需1h即可看結果了。
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